CƠ CHẾ CHỐNG CHỊU MẶN Ở THỰC VẬT

Posted date: 08:43 / comment : 0 Abiotic stress, Mặn, Tin mới, Tin tức

Ulrich Deinlein at el. 3/2014 (Trends in plant science)

Cây trồng bị ảnh hưởng nghiêm trọng bởi đất nhiễm mặn ở nồng độ muối cao. Để tạo ra giống cây trồng chống chịu mặn thì việc tìm hiểu các tính trạng chủ chốt tạo ra tính chống chịu mặn là hết sức quan trọng. Các thông tin được cung cấp tổng hợp từ các nghiên cứu được cập nhật gần đây về cơ chế chống chịu mặn ở thực vật. Các nghiên cứu gần đây chỉ ra rằng cơ chế cảm ứng stress và các thành phần truyền tín hiệu stress có thể giữ vai trò quan trọng trong việc điều hòa các đáp ứng của thực vật đối với stress mặn (nồng độ muối cao trong đất).

Các cơ chế về sự vận chuyển Na+ và các cơ chế khử độc Na+ cũng được thảo luận thêm, các kết quả nghiên cứu về sự biến đổi chromatin ở thực vật dưới điều kiện cây bị stress mặn cũng được thảo luận. Các cố gắng gần đây của các nhà khoa học trong việc chọn tạo các giống cây trồng kháng mặn cũng được đề cập, đặc biệt là ứng dụng chỉ thị phân tử (MAS) và kỹ thuật chồng gene kháng. Các câu hỏi vẫn còn để ngỏ và cần được trả lời để làm phong phú thêm kiến thức về cơ chế chống chịu mặn ở cây trồng.

Đất bị nhiễm mặn và các tác động lên cây trồng

Đất bị nhiễm mặn là một trong những vẫn đề hiện tại thách thức nghiêm trọng nền nông nghiệp các quốc gia trên thế giới. Sự tích tụ muối trong đất canh tác do quá trình tưới tiêu, dẫn nước từ các nguồn chứa muối gốc NaCl và từ sự xâm nhập của nước biển. Gia tăng nồng độ muối trong đất làm giảm khả năng hấp thu nước ở thực vật. Một khi rễ hấp thu một lượng lớn các ion Na+ và Cl- thì các ion này ảnh hưởng xấu đến sự tăng trưởng của cây, các ion Na+ và Cl- làm giảm các quá trình biến dưỡng và hiệu quả của quá trình quang hợp thấp.

Do đó, stress mặn ở thực vật có thể phân ra các giai đoạn như stress cân bằng thẩm thấu ở giai đoạn sớm, stress do tích tụ ion Na+ và Cl-. Hơn thế nữa, thực vật giảm thiểu tác hại của ion Na+ thông qua việc loại bỏ Na+ qua mô lá và sự phân ngăn nhằm quy tụ Na+ trong không bào. Các cây trồng không có khả năng chống chịu mặn sẽ làm giảm năng suất, từ đó dẫn đến thu hẹp diện tích đất canh tác. Sự mất dần diện tích đất có thể canh tác được xem như một thách thức nặng nề đối với ngành nông nghiệp do phải đáp ứng đủ lương thực thực phẩm cho nhân loại đang gia tăng số lượng phi mã (dự đoán dân số thế giới đạt khoảng 9.6 tỉ người vào năm 2050).

Với tầm quan trọng đó, việc tạo ra các giống cây trồng có khả năng chống chịu mặn là chiến lược vô cùng quan trọng để đối phó với thực trạng đất bị nhiễm mặn. Bài tổng hợp này sẽ phân tích các cơ chế chính trong quá trình chống chịu mặn ở thực vật và đưa ra các thông tin cập nhật gần đây về cơ chế cảm ứng stress mặn và sự truyền tín hiệu, cơ chế điều hòa biểu hiện gene ở thực vật. Hơn nữa, việc hiểu rõ mạng lưới vận chuyển ion Na+ trong thực vật và các phương pháp phân tích Na+ cũng giúp ích trong quá trình cải tiến giống cây trồng chống chịu mặn.

Cơ chế cảm ứng stress mặn

Để có cơ chế đáp ứng hiệu quả đối với stress mặn, thực vật tự phát triển khả năng cảm ứng các thành phần siêu thẩm thấu và ion Na+ của quá trình stress mặn. Hai phương thức cảm ứng trên đã chứng minh rằng cơ chế đáp ứng đối với muối NaCl mang nhiều sự khác biệt so với cơ chế đáp ứng với stress thẩm thấu thuần túy. Nồng độ muối cao trong dung dịch đất sẽ tạo ra stress thẩm thấu ở vùng rễ. Cho đến hiện tại thì các cơ chế phân tử về hoạt động của các sensor thẩm thấu ở thực vật và sensor Na+ vẫn cần được được tìm hiểu thêm.

Protein HK1 (Histidine kinase receptor) cho thấy có thể giúp thay thế chức năng sensor Sln1 ở nấm men, các cây Arabiodopsis được biến đổi gene có biểu hiện vượt mức hay làm mất đi chức năng của HK1 mang các kiểu hình liên quan đến tính trạng hạn hán hoặc bị stress thẩm thấu.

Thực vật biểu hiện rất nhiều các đáp ứng sinh lý học khi gặp stress thẩm thấu, tuy nhiên các nghiên cứu gần đây cho thấy rằng trong số các đáp ứng sinh lý học đó thì một số biểu hiện sẽ bị thay đổi ở các cây mang đột biến gene hk1 trong khi các biểu hiện khác không bị ảnh hưởng.

Điều này chứng tỏ rằng vẫn còn có các protein khác đảm nhận vai trò nhận biết tín hiệu stress thẩm thấu trên các cây Arabidopsis bị đột biến gene hk1. Các sensor về thẩm thấu ở thực vật dường như có liên hệ chặt chẽ về hoạt động đối với các kênh Ca++, điều này thể hiện ở việc thực vật biểu hiện sự gia tăng nồng độ ion Ca++ trong tế bào chất chỉ trong vòng vài giây sau khi bị xử lý với NaCl hoặc mannitol.

Các đáp ứng Ca++ có nguồn gốc hoạt động ở rễ và xuất hiện ở rất nhiều dạng tế bào. Kết quả này dẫn đến suy đoán rằng stress thẩm thấu có thể được cảm ứng bởi hoạt động của các kênh Ca++ giai đoạn đầu của chuổi đáp ứng stress. Các kết quả khác cũng chứng minh phương thức hoạt động cảm ứng mang tính cơ học-thẩm thấu. Các đột biến làm ảnh hưởng lên sự phát triển của lớp cutin cũng làm ảnh hưởng đến các quá trình đáp ứng thẩm thấu bao gồm cả hoạt động tổng hợp hormone ABA ở giai đoạn sau của chuổi phản ứng. Lớp cutin tạo ra sự nâng đỡ và bảo vệ vách tế bào cũng như màng sinh chất, bên cạnh đó lớp cutin cũng làm thay đổi khả năng khuếch tán của nước vào bên trong tế bào.

Do đó, thay đổi đặt tính của lớp cutin tế bào cũng làm thay đổi đặc tính cơ học của quá trình stress liên quan đến nước ở tế bào thực vật. Các phân tử hoạt động như thông tin tín hiệu thứ cấp cũng có liên hệ với con đường truyền tín hiệu Ca++, ví dụ như các gốc oxygen hoạt hóa ROS (reactive oxygen species) và các annexin ở Arabidopsis cũng được ghi nhận hỗ trợ các đáp ứng Ca++ liên quan đến cảm ứng NaCl và ROS. Downstream của dòng tín hiệu Ca++ là các kênh kinase sẽ được kích hoạt, các kinase này bao gồm cả CDPK (calcium dependent protein kinase) và CBL (calcineurin B-like protein) liên quan đến các kênh tương tác CIPK (CBL-interacting protein kinase).

Các hoạt động của các kinase này có thể giúp chuyển các tín hiệu thẩm thấu đến các hoạt động tiếp theo của các protein liên quan và sự biểu hiện gene thông qua quá trình phiên mã. Các yếu tố phiên mã (transcription factor = TF) có thể được kích hoạt trực tiếp bởi kênh Ca++/calmodulin và bao gồm cả các yếu tố kích hoạt phiên mã gắn kết với calmodulin CAMTA (calmodulin-biding transcription activator), GTL (GT element-biding like protein) và MYB.

Mặc dù sự gia tăng nhanh chóng nồng độ Ca++ được xem như là đáp ứng chỉ thị đối với stress thẩm thấu nhưng cũng có thể tồn tại các cơ chế cảm ứng thẩm thấu độc lập với con đường tín hiệu Ca++. Phân tích di truyền về các sensor cảm ứng thẩm thấu cũng như cảm ứng Na+ là tiền đề để hiểu rõ các cơ chế cảm ứng này ở giai đoạn sớm khi thực vật gặp các điều kiện stress.

Sự điều hòa biểu hiện gene ở rễ thực vật khi đáp ứng với stress mặn

Các yếu tố phiên mã (transcription factor) có mối liên hệ chặt chẽ với các cơ chế cảm ứng mặn đóng góp vào các hoạt động mang tính đề kháng đối với stress mặn. Các họ gene quy định các yếu tố phiên mã chính trong các đáp ứng với stress mặn như bZIP(basic leucine zipper), WRKY, AP2/ERF (APETALA2/ETHYLENE RESPONSE FACTOR), MYB, bHLH và NAC.

Các yếu tố phiên mã trên chịu trách nhiệm điều hòa sự biểu hiện của các gene ảnh hưởng đến các mức độ chống chịu stress mặn ở thực vật. Để chống lại việc giảm thế nước được gây ra bởi các thành phần mang tính thẩm thấu khi bị stress mặn, các gene liên quan đến các đáp ứng này được kích hoạt biểu hiện ở mức cao như các gene liên quan đến việc hấp thu các ion vô cơ, sự tổng hợp các osmolyte (các phân tử điều hòa tính thẩm thấu của tế bào). Ở một mức độ nào đó, sự điều hòa biểu hiện gene mức phiên mã (transcriptional regulation) liên quan đến các đáp ứng stress mặn ở thực vật được thúc đẩy bởi các thay đổi liên quan đến quá trình sinh tổng hợp các hormone thực vật (phytohormone)

Hình 1: Các cơ chế vận chuyển Na+ và các thành phần quan trọng trong quá trình đáp ứng với stress mặn ở tế bào rễ thực vật

Sau quá trình cảm ứng stress, có một chu kỳ hạn chế các hoạt động tăng trưởng được khởi sự và sau đó là giai đoạn phục hồi. Cả hai giai đoạn này đều liên hệ mật thiết với sự thay đổi lượng hormone ABA (abscisic acid), jasmonate (JA), GA và BR (brassinosteroid). Khai thác nguồn dữ liệu từ AtGenExpress đã khám phá ra hệ thống tín hiệu thứ cấp kiểm soát sự tăng trưởng của thực vật sau quá trình stress mặn.

Trong quá trình đáp ứng với stress độ mặn cao, hầu hết các thay đổi liên quan đến quá trình phiên mã biểu hiện gene xuất hiện chỉ sau khoảng 3h khi cây bị stress mặn. Sự biểu hiện của 5590 gene đã được ghi nhận liên quan đến stress mặn ở bộ phận rễ của cây Arabidopsis thaliana. Sử dụng phương pháp phân biệt các hoạt động riêng biệt của các loại tế bào FACS (fluorescence-activated cell sorting) cho thấy các tế bào vùng lõi của rễ hoạt động phiên mã mạnh nhất.

Các phân tích ở mức phân tử cho thấy vùng nội bì của rễ là lớp tế bào mang chức năng quan trọng đối với sự phát triển của hệ thống rễ phụ dưới điều kiện stress mặn. Hormone ABA ngăn cản sự kéo dài của hệ thống rễ phụ trong môi trường có nồng độ muối cao.

Các nghiên cứu gần đây cũng cho thấy rằng thực vật tránh né môi trường có độ muối cao bằng cách thay đổi hướng tăng trưởng của rễ. Hiện tượng này được giải thích như sự hướng động liên quan đến hiện tượng mặn = halotropism (halo=mặn, tropism=hoạt động liên quan đến yếu tố nào đó). Hiện tượng này không phải do stress thẩm thấu gây ra mà là do các hoạt động đáp ứng với hornmone auxin được gây ra bởi stress mặn. Các cơ chế phân tử về hiện tượng halotropism cần được nghiên cứu thêm để hiểu rõ hơn các cơ chế chống chịu mặn ở thực vật mặc dù có nhiều khám phá quan trọng gần đây về cơ chế chống chịu mặn.

Ngoài các hormone đã được đề cập bên trên, hormone ethylene cũng cho thấy vai trò quan trọng trong sự chống chịu mặn ở cây Arabidopsis thông qua sự thay đổi tỉ lệ Na+/K+ ở chồi. Knock-out (bất hoạt) gene ETO1 (ETHYLENE OVERPRODUCER1) gây ra các thay đổi hàm lượng ethylene và qua đó kích thích quá trình sản xuất ROS ở vùng tủy của rễ bởi yếu tố RBOHF (respiratory burst oxidase homolog F). Sự gia tăng ROS ở vùng tủy dẫn đến giảm dòng ion Na+ vào rễ, giảm thu nhận Na+ ở mạch gỗ (xylem) và duy trì ion K+ ở rễ giúp tăng cường khả năng chống chịu mặn.

Mạng lưới vận chuyển Na+ và K+

Rất nhiều kênh vận chuyển trên màng tế bào thực vật giữ vai trò chính trong các cơ chế chống chịu lại với biotic và abiotic stress (các stress do các nhân tố sinh học và phi sinh học gây ra), đặc biệt là các kênh Na+ và K+ liên quan đến tính trạng chống chịu mặn. Có nhiều con đường vận chuyển Na+ đi vào rễ thực vật. Na+ có thể đi xuyên màng plasma theo các kênh và thể vận chuyển chất dinh dưỡng.

Các thể đột biến liên quan đến các kênh vận chuyển làm giảm sự tích lũy Na+ trong tế bào nhưng chỉ một vài kênh khi bị đột biến mới cho thấy hiệu ứng trực tiếp trong việc hạn chế sự vận chuyển ion Na+ vào tế bào rễ. Các kênh Ca++ không chuyên biệt (calcium permeable nonselective cation channels=NSCCs) bao gồm CNGC (CYCLIC NUCLEOTIDE-GATED CHANNEL) và GLR (GLUTAMATE-LIKE RECEPTOR) cho phép Na+ đi qua và xâm nhập vào tế bào (Hình 1).

Hơn nữa, kênh vận chuyển Na+ OsHKT2;1 trên cây lúa cho thấy hỗ trợ dòng ion Na+ đi vào rễ khi rễ bị thiếu ion K+. Trên cây Arabidopsis, thể đối chuyển (antiporter) AtCHX21-cation/H+ biểu hiện trong vùng nội bì rễ có vai trò trong việc vận chuyển Na+ từ các tế bào nội bì vào vùng tủy của rễ. Na+ xâm nhập vào xylem thông qua dòng thoát ra từ các tế bào tủy và sau đó được vận chuyển đến các mô trên không chủ yếu ở lá, cành. Các ứng viên tiềm năng cho quá trình điều khiển dòng Na+ dẫn nhập vào xylem là các kênh K+ hướng ngoại KORC và NORC. Ở Arabidopsis, AtSKOR-một thể tương đồng của KORC có mối liên hệ với hiện tượng nhập K+ vào xylem. Hơn nữa, nhóm I của các thể vận chuyển HKT giữ chức năng quan trọng trong việc loại bỏ Na+ khỏi xylem.

Sự cân bằng ion của tế bào trong suốt quá trình stress mặn đòi hỏi quá trình duy trì và phân bổ nồng độ K+ ổn định giúp cho việc tích lũy K+ trong tế bào thực vật cân bằng với Na+ (sự tích lũy nhiều Na+ sẽ gây độc cho tế bào). Biểu hiện vượt mức thể vận chuyển chuyên biệt cho K+ (không chuyên chở Na+ dù cả hai ion khá tương đồng về mặt điện tích) từ cây lúa OsHAK5 trên các tế bào BY2 cây thuốc lá giúp gia tăng tính chống chịu mặn. Kênh K+ hướng nội và hướng ngoại bào đã được xác định có liên quan đến cơ chế kiểm soát dòng vận chuyển đường dài hướng vào và ra khỏi tế bào, các kênh này giúp làm giảm tính độc ion Na+.

Vai trò của NHX và SOS trong việc duy trì hàm lượng ion Na+ thấp trong tế bào chất

Hai yếu tố chính duy trì lượng Na+ thấp trong tế bào chất ở tế bào thực vật là các kênh trao đổi (exchanger) Na+/H+ hiện diện trên màng không bào (tonoplast ) NHX1 và kênh đối chuyển (antiporter) Na+/H+ có tên SOS1 trên màng sinh chất (plasma membrane). Hầu hết các kênh NHXs cần thiết cho quá trình khử độc Na+ thông qua sự cô lập Na+ trong không bào thực vật, trong khi con đường tín hiệu SOS được ghi nhận là xuất Na+ ra khỏi tế bào.

Biểu hiện vượt mức gene AtNHX1 trên Arabidopsis và các gene tương đồng trên cà chua hoặc lúa giúp làm gia tăng tính chống chịu mặn. Các nghiên cứu gần đây cho thấy rằng các protein cấu trúc giống với NHX cũng đóng vai trò quang trọng trong việc phân ngăn ion K+ vào trong không bào. Các protein này cũng tham gia vào quá trình cân bằng pH của tế bào.

Biểu hiện vượt mức AtNHX1 trên cây cà chua giúp làm gia tăng ion K+ trong không bào cũng như sự vận chuyển K+ từ rễ lên chồi, quá trình này mang lại nhiều lợi ích cho tế bào vì nó giúp gia tăng tỉ lệ K+/Na+ nội bào (nghĩa là K+ tăng, Na+ giảm) đồng thời làm giảm hiệu ứng của stress mặn do Na+ gây ra.

Hơn nữa, các bản đồ về gene LeNHX3 trên cà chua giúp xác định tính trạng QTL liên quan đến sự tích tụ Na+ ở mô lá. Các nghiên cứu gần đây đã chứng minh rằng các kênh đối chuyển (antiporter) trên màng không bào giữ nhiều vai trò trong quá trình cân bằng thẩm thấu của tế bào, sự tăng trưởng tế bào cũng như sự phát triển của toàn bộ cơ thể thực vật. Trong khi đó, các kênh đổi chuyển NHX trên endosome có vai trò thiết yếu trong quá trình tăng trưởng của tế bào và có thể có tham gia vào các hoạt động vận chuyển nội bào, chế biến protein và phân phối sản phẩm biến dưỡng của tế bào.

Các nghiên cứu cũng đánh giá vai trò của các protein vận chuyển thuộc endosome bao gồm các protein NHX tham gia vào tính chống chịu mặn ở thực vật bằng cách kiểm soát pH và sự cân bằng ion của bào quan endosome. NHX5 và NHX5 cùng hiện diện trên bộ máy Golgi và mạng lưới trans-Golgi, các cây bị bất hoạt đồng thời các gene này (knockout) nhx5 và nhx6 làm cây mẫn cảm hơn với stress mặn và giảm tính chống chịu.

Sự mất chức năng của H⁺-ATPase (V-ATPase) trên không bào không làm thay đổi tính chống chịu mặn trên cây Arabidopsis. Ngược lại, giảm sự hoạt động của V-ATPase trên mạng lưới trans-Golgi hoặc endosome (TGN/EE) làm gia tăng sự mẫn cảm đối với stress mặn. Sự biểu hiện vượt mức H⁺-PPase AVP1 loại I trên không bào giúp cải thiện tính chống chịu mặn ở thực vật thông qua quá trình cô lập Na+ trong không bào. Tiềm năng ứng dụng việc biến đổi hoạt động của H⁺-PPase AVP1 trên cây trồng được thể hiện qua sự biểu hiện vượt mức gene AtAVP1 trên lúa mạch (Hordeum vulgare) giúp gia tăng tính chống chịu mặn dưới điều kiện nhà lưới, bên cạnh đó cũng giúp cây tăng sinh khối và năng suất khi thử nghiểm trên các cánh đồng bị nhiễm mặn.

HKT: nhân tố chính trong sự chống chịu mặn ở thực vật và quá trình phân ngăn Na+ từ rễ lên chồi

Sự xác định gene HKT1 ở lúa mì giúp hỗ trợ quá trình vận chuyển ion Na+/K+ đã giúp khám phá ra nhiều gene HKT tương đồng ở những loài thực vật khác. Các phân tích về trình tự cũng như khả năng vận chuyển đã cho thấy ít nhất hai phân nhóm của các thể vận chuyển HKT, nhóm I và II. Trong hầu hết các trường hợp hỗ trợ quá trình vận chuyển có chọn lọc ion Na+ và sự đồng vận chuyển Na+_K+ thì cả hai nhóm này đều tham gia vào, nhóm I ứng với sự vận chuyển Na+ có chọn lọc còn nhóm II đồng vận chuyển Na+_K+. Các đột biến gián đoạn một gene HKT trên Arabidopsis (AtHKT1;1) mã hóa cho một thể vận chuyển nhóm I đã làm gia tăng sự mẫn cảm và tích tụ nhiều Na+ trên mô lá sau khi cây bị stress mặn, quá trình này cũng đi đôi với hiện tượng giảm nồng độ Na+ ở rễ.

Các phân tích xa hơn đã chứng minh một vai trò chính của gene AtHKT1;1 và gene tương đồng của nó trên lúa OsHKT1;5 trong quá trình loại bỏ Na+ khỏi dịch mộc (dòng dung dich duy chuyển trong mạch mộc từ rễ lên lá) và chuyển các Na+ vào các tế bào nhu mô mộc xung quanh, thông qua quá trình này sẽ bảo vệ mô lá khỏi độc tính của Na+. Biểu hiện vượt mức gene AtHKT1;1 trong mô tủy giúp tăng cường tính chống chịu mặn.

Các phân tích sinh lý học in vivo trên các tế bào rễ đã cho thấy gene AtHKT1;1 hỗ trợ vận chuyển Na+ thông qua các thể vận chuyển giống các kênh vận chuyển chuyên biệt theo hình thức thụ động. Sự loại bỏ Na+ khỏi mạch mộc được hỗ trợ bởi gene AtHKT1;1 cũng giúp kích thích quá trình nhập ion K+ vào mạch mộc một cách gián tiếp thông qua các kênh K+, điều này làm gia tăng tỉ lệ K+/Na+ trên lá giúp cây chống lại stress do Na+ gây ra.

Phân tích các QTL quy định tính trạng kháng lại độc tính của Na+ đã cho thấy các cơ chế tháo Na+ khỏi mạch mộc (xylem) thiết yếu cho quá trình chống chịu mặn trên lúa và lúa mì. Trong cả hai trường hợp trên, các vùng QTL chống chịu mặn đã được xác định bao gồm gene tương đồng của HKT1;5. Gene này mã hóa một thể vận chuyển HKT thuộc nhóm I có tính chọn lọc cao đối với Na+. Phân tích QTL chống chịu Na+ trên lúa mì đã dẫn đến việc phát hiện một QTL khác giúp cây chống chịu mạnh đối với stress mặn, QTL được đặt tên Nax1. QTL Nax1 đã được xác định tại vùng mã hóa của gene TaHKT1;4 mà gene này tạo ra thể vận chuyển HKT thuộc nhóm I giúp loại bỏ Na+ khỏi mạch mộc ở mô lá.

Các phân tích so sánh giữa các giống lúa indica chống chịu mặn và các giống nhiễm japonica đã đưa ra giả thuyết rằng gene OsHKT1;4 giúp giảm sự vận chuyển Na+ từ bẹ lá lên phiến lá lúa khi cây gặp stress mặn. Gần đây người ta đã sử dụng chỉ thị phân tử để đưa gene HKT1;5 từ lúa mì có họ hàng cổ đại vào lúa mì trồng thương mại giúp làm tăng năng suất lúa mì trên các đồng lúa thử nghiệm bị nhiễm mặn ở Australia. Các phát hiện trên đã giúp chứng minh rằng các thể vận chuyển HKT nhóm I hiện diện ở tế bào nhu mô của mạch mộc đóng vai trò chủ chốt trong cơ chế chống chịu mặn và bảo vệ các cơ quan đảm trách chức năng quang hợp khỏi sự tích tụ quá nhiều Na+ trong suốt quá trình stress mặn.

Sự duy trì K+ và loại bỏ Na+ ở mô lá cho thấy có mối tương quan rất mạnh đến sự chống chịu mặn ở thực vật. Điều này cũng phù hợp với các nghiên cứu về HKT nhóm I như là các yếu tố chính trong việc xác định tỉ lệ K+/Na+ ở thực vật. Tuy nhiên, nghiên cứu sâu trên các mô chồi và kỹ thuật “genome-wide association” với hơn 300 accessions đã chỉ ra các accession có sự tích tụ Na+ ở nồng độ cao ở lá sẽ có khả năng phát triển trên các vùng đất nhiễm mặn như các vùng đất ven biển. Nồng độ Na+ cao ở lá có liên quan đến một allele yếu của gene AtHKT1;1. Allele này làm giảm sự biểu hiện của AtHKT1;1 ở rễ.

Các nhà khoa học đề nghị rằng allele yếu AtHKT1;1 kiểm soát lượng Na+ có mức độ và làm giảm độc tính của Na+. Cơ chế này quan trọng trong việc điều chỉnh áp suất thẩm thấu của tế bào trong quá trình cây bị stress mặn. Allele yếu AtHKT1;1 có thể chỉ đạt lợi ích khi hiện diện trong một số cây có nền tảng di truyền mang tính chống chịu tốt. Các cây này có thể mang các cơ chế chống chịu mặn khác cần được khám phá.

Để tạo ra cây trồng chống chịu mặn thì nhiều kiến thức cần được nắm vững về các hoạt động tương hỗ và kết hợp của các tính trạng chống chịu (tương tác của các gene chống chịu). Một yêu cầu hiểu biết giống như vậy về việc gia tăng tích tụ Na+ ở chồi có mối tương quan với tính chống chịu mặn ở thực vật cũng đã được ghi nhận trong một nghiên cứu về HKT nhóm II ở lúa mạch. Gia tăng hấp thu Na+ ở rễ và nồng độ Na+ cao ở dịch mạch mộc (xylem sap) làm giảm sự biểu hiện của HvHKT2;1. Khác biệt với lúa và lúa mì, ở lúa mạch tỉ lệ chuyển vị Na+ cao hơn đến chồi và bao gồm cả nồng độ muối cao có thể mang một ý nghĩa quan trọng trong chiến lược kháng lại stress mặn.

Các cơ chế điều hòa biểu hiện của gene AtHKT1;1 gần đây đã được xác định. Hormone cytokinin điều hòa âm tính đối với sự biểu hiện của gene AtHKT1;1 ở rễ cây Arabidopsis theo các yếu tố điều hòa đáp ứng dạng B là ARR1 và ARR12. Do đó, trong các đáp ứng với stress mặn thì khi lượng cytokinin giảm sẽ làm tăng sự biểu hiện của gene AtHKT1;1. Có một cơ chế điều hòa âm tính gene AtHKT1;1 ở rễ Arabidopsis cũng đã được ghi nhận trong một nghiên cứu gần đây, đó là sự điều hòa âm tính của yếu tố phiên mã ABI4 (ABA-INSENSITIVE 4). Đột biến mất chức năng của gene ABI4 làm cây gia tăng tính chống chịu mặn với sự biểu hiện lượng Na+ thấp ở chồi tương ứng với gia tăng sự biểu hiện gene AtHKT1;1. Ngược lại, khi biểu hiện vượt mức gene ABI4 ở các cây biểu hiện kém gene AtHKT1;1 làm cây mẫn cảm hơn với stress mặn.

Nhiều yếu tố điều hòa cis tại khu vực promoter của gene AtHKT1;1 đã được xác định khi sàn lọc các yếu tố kìm hãm ở cây đột biến gene sos3. Một đoạn DNA chèn vào vùng trình tự lặp lại theo kiểu “tandem” với kích thước khoảng hơn 3.9kb vùng upstream mã khởi đầu (start codon) của gene AtHKT1;1 đã dẫn đến sự giảm biểu hiện gene AtHKT1;1 rõ rệt trên rễ cây đột biến gene sos3. Trình tự lặp lại kiểu “tandem” đã được đề nghị như là yếu tố tăng cường (enhancer element) trong quá trình điều hòa sự biểu hiện của gene AtHKT1;1 trong khi đó thì người ta vẫn chưa xác định được yếu tố phiên mã nào tham gia vào việc tăng cường sự biểu hiện của gene này.

Sàn lọc di truyền đột biến gene sss (soil salinity sensitive) đã giúp xác định được gene sss1-1 đột biến cho thấy kiểu hình rất nhạy cảm với ion Na+ trên chồi. Gene SSS1 mã hóa cho protein mang tên AtrbohF, đây là một enzyme NADPH oxidase tham gia xúc tác tạo các phần tử ROS (reactive oxygen species). Sự thiếu vắng protein AtrbohF ở vùng chu luân của rễ (pericycle) và nhu mô mạch đã làm giảm sự tích tụ ROS do stress mặn gây ra và cũng làm gia tăng quá mức Na+ trên chồi cũng như trong dịch mộc.

Sự sản xuất ROS được hỗ trợ bởi protein AtrbohF có thể tăng cường tháo Na+ khỏi dịch mộc mà quá trình này do gene AtHKT1;1 tham gia kiểm soát. Hiện tượng này giúp bảo bệ mô lá khỏi stress mặn, tuy nhiên nhiều nghiên cứu khác cần được thực hiện để kiểm tra mô hình giả thuyết này hoặc các cơ chế khác có thể tham gia vào quá trình kiểm soát tính chống chịu mặn. Với các kết quả đạt được vừa kể trên có thể cung cấp các chứng cứ để ủng hôn giả thuyết rằng sự biểu hiện của gene AtHKT1;1 được kiểm soát bởi một mạng lưới thông tin tín hiệu phức tạp qua nhiều bước với nhiều yếu tố điều hòa cis-trans khi cây bị stress mặn.

Sự biến đổi của chromatin và di truyền biểu sinh trong sự chống chịu mặn ở thực vật

Sự biến đổi chromatin được biết như sự biến đổi mang tính di truyền biểu sinh giúp thực vật thích nghi với các điều kiện môi trường stress khác nhau. Nhiều nghiên cứu đã chỉ ra rằng sự biến đổi chromatin xuất hiện trong quá trình thực vật đáp ứng với stress mặn trong cùng một thế hệ. Xét theo khía cạnh này, khi cây được xử lý trong môi trường stress mặn ở nồng độ thấp thì khi chuyển sang môi trường bình thường để cây tăng trưởng, sau đó khi gặp stress mặn nồng độ cao thì cây sẽ thích nghi tốt hơn (chống chịu tốt hơn).

Với thí nghiệm trên, sau khi cây chuyển từ môi trường stress mặn với nồng độ muối thấp và chuyển sang môi trường phát triển bình thường thì người ta không thấy sự khác biệt về kiểu hình của cây xử lý stress mặn thấp so với cay không xử lý. Sau đó các cây được chuyển tiếp sang môi trường có nồng độ muối cao hơn thì các cây đã được xử lý stress mặn nhẹ sẽ tích tụ ít ion Na+ hơn so với cây không xử lý và do đo sẽ chống chịu mặn tốt hơn.

Hiện tượng trên có thể quy cho quá trình biến đổi histone trên chromatin mang tính di truyền biểu sinh mà quá trình này ảnh hưởng đến sự biểu hiện của các yếu tố phiên mã (transcription factor). Người ta cũng thấy rằng gene AtHKT1;1 biểu hiện mạnh hơn ở các cây được xử lý stress mặn nhẹ so với cây không xử lý, điều này có thể giả thích cho việc thay đổi quá trình tích tụ Na+. Các nghiên cứu khác cho thấy sự methyl hóa amino acid cytosine không được thực hiện trên vị trí đích giả định của RNA kích thước nhỏ thuộc vùng promoter của gene AtHKT1;1 đã dẫn tới việc làm giảm sự biểu hiện của gene này và gây ra sự mẫn cảm đối với stress mặn.

Các nghiên cứu xa hơn trên cây đậu nành cho thấy stress mặn ảnh hưởng đến sự methyl hóa DNA tại nhiều vùng promoter và các vùng mã hóa của 4 yếu tố phiên mã. Điều này chỉ ra rằng sự biến đổi của chromatin nằm trong vùng hiện diện của các gene này có thể tăng cường tính chống chịu mặn cho cây.

Sự methyl hóa cũng như sự biểu hiện của các gene có chức năng làm biến đổi chromatin khác nhau giữa các giống lúa cũng như các mô hay cơ quan của cây dưới điều kiện stress mặn. Cho đến hiện tại, các nghiên cứu về stress mặn đã không cho thấy một cách rõ ràng về di truyền biểu sinh của sự chống chịu mặn từ thế hệ này sang thế hệ khác. Một yếu tố khác cũng quan trọng khi nghiên cứu về stress mặn cũng cần được lưu ý là trạng thái đa bội thể ở thực vật. Sự tự đa bội hóa ở thực vật gần đây cho thấy rằng có thể tham gia vào sự chống chịu mặn ở nồng độ muối cao và hiện tượng này cũng có mối liên quan đến quá trình tích lũy ion K+ hiệu quả trên cây Arabidopsis.

Vai trò và tầm quan trọng của các phân tử điều hòa thẩm thấu (osmolyte)

Sự tích tụ các osmolyte hữu cơ như proline, glycine betaine, sugar alcohol, polyamine và các protein họ LEA (late embryogenesis abundant) giữ vai trò quan trọng trong quá trình duy trì thế thẩm thấu thấp trong tế bào thực vật cũng như tham gia vào việc ngăn chặn các ảnh hưởng bất lợi của stress mặn. Các nghiên cứu ở mức phân tử cho thấy stress mặn kích hoạt sự tổng hợp proline và sự phân hủy phân tử này được tăng cường trong suốt giai đoạn hồi phục của cây. Trong suốt giai đoạn hồi phục này của cây, proline đóng vai trò như một phân tử tín hiệu và được xem có vai trò điều hòa sự phân bào, sự chết tế bào cũng như điều hòa biểu hiện các gene tham gia vào giai đoạn hồi phục sau stress.

Trên cây Arabidopsis, khi bất hoạt gene P5CS1 mã hóa cho enzyme tổng hợp ∆-1-pyrroline-5-carboxylate đã làm giảm sự tổng hợp proline làm cây siêu mẫn cảm đối với stress mặn. Trong nhiều năm người ta cho rằng proline đóng vai trò quan trọng trong quá trình điều hòa thẩm thấu của tế bào, tuy nhiên nhiều ý kiến khác lại cho rằng nó hoạt động như là yếu tố chống lại các phân tử mang gốc oxy hóa mạnh (như các ROS, AOS), chất đệm trong phản ứng oxy hóa khử của tế bào, hoặt có vai trò như là một chaperone, tham gia ổn định cấu trúc protein và cấu trúc màng tế bào dưới các điều kiện stress.

Tương tự như proline, glycine betain là một osmolyte hữu cơ được tổng hợp trên rất nhiều loài thực vật để tạo ra sự cân bằng thế thẩm thấu của tế bào dưới điều hiện stress mặn. Có chứng cứ cho thấy rằng glycine betaine là một chất tan tham gia vào quá trình bảo vệ các enzyme chủ chốt và cấu trúc màng tế bào. Mặc dù glycine betaine được ghi nhận đóng vai trò quan trọng trong việc duy trì hoạt động của của enzyme dọn dẹp các ROS nhưng vẫn chưa thấy chứng cứ chứng minh liệu rằng glycine betaine hoặc các phân tử khác tham gia trực tiếp vào các hoạt động khử các yếu tố ROS.

Tạo ra cây trồng chống chịu mặn

Một ví dụ về biến đổi di truyền cho cây chống chịu mặn được thực hiện trên yếu tố phiên mã được cảm ứng bởi stress mặn bZIP24. Yếu tố phiên mã này cảm ứng sự biểu hiện của rất nhiều gene liên quan đến đáp ứng stress mặn ở cây Arabidopsis. Bất hoạt gene bZIP24 bằng kỹ thuật RNAi (RNA interference) cho thấy gia tăng sự chống chịu mặn của cây. Điều này có thể giải thích là do gene AtHKT1;1 là một trong những gene mục tiêu bị bZIP24 ức chế sự biểu hiện thông qua cách trực tiếp hoặc gián tiếp.

Ban đầu bZIP24 được khám phá trong một nghiên cứu so sánh về sự điều hòa phiên mã trên cây Arabidopsis và loài chống chịu mặn cải gió ngọt (sweet alyssum). Đây là ví dụ điển hình về sử dụng loài cây chịu mặn và nghiên cứu so sánh genomics trong việc khám phá ra các có chế chống chịu mặn.

Sự biểu hiện của gene AtHKT1;1 giữ vai trò quan trọng trong việc xác định các mức Na+ trên lá thể hiện tính chống chịu mặn. Cơ chế phân tử điều hòa biểu hiện gene AtHKT1;1 và hoạt động của nó có thể là yếu tố quan trọng phục vụ cho việc nghiên cứu tạo ra cây trồng kháng mặn. Tuy nhiên bên cạnh các yếu tố điều hòa âm tính đã được đề cập bên trên thì các yếu tố điều hòa dương tính vẫn chưa được khám phá nhiều thông tin hữu ích.

Ngoài các nghiên cứu trên cây mô hình Arabidopsis, các nghiên cứu trên các cây trồng khác cũng đã phát hiện thêm những thông tin giá trị về cơ chế chống chịu mặn ở thực vật. Yếu tố phiên mã mang tên SERF1 (SALT-RESPONSIVE ERF1) đã được xác định như là một yếu tố tăng cường hoạt động của chuỗi phản ứng enzyme MAP KINASE được kích hoạt bởi ROS trong suốt quá trình stress mặn. Sự biểu hiện của SERF1 được cảm ứng trên rễ do nồng độ muối cao, các cây lúa bị mất chức năng của yếu tố SERF1 cho thấy khống có sự biểu hiện của các gene tham gia giúp cây chống chịu lại stress mặn.

Các cây lúa đột biến gene serf1 đạt 3-4 tuần tuổi được trồng trên hệ thống thủy canh cho thấy không chịu được stress mặn. Trong khi đó, các cây lúa biểu hiện vượt mức gene SERF1 cho thấy sự gia tăng tính chống chịu mặn. Các phân tích cho thấy ở cây lúa đột biến serf1 tỉ lệ Na+/K+ ở lá gia tăng một cách có ý nghĩa so với cây bình thường.

MAS như là công cụ lý tưởng trong nghiên cứu chọn giống

Cải tiến năng suất cây trồng là mục tiêu không ngừng nghĩ của các chương trình nghiên cứu chọn tạo giống. Chọn giống chống chịu mặn theo phương pháp truyền thống thường mất thời gian rất lâu và các phương pháp mới luôn được tìm tòi để hỗ trợ hoặc thay thế cho các phương pháp cũ. Thông thường, các giống cây trồng được lai tạo từ các nguồn vật liệu mang tính đa dạng di truyền, sau đó được chọn lọc dựa trên kiểu hình biểu hiện ra bên ngoài trong suốt quá trình tăng trưởng và phát triển. Quá trình chọn lọc này có thể được thực hiện trong phòng thí nghiệm hay ngoài đồng.

Quá trình cải tiến và hỗ trợ phương pháp chọn giống truyền thống hiện tại sử dụng các phân tích QTL và chọn lọc dựa vào marker (MAS). MAS là một phương pháp quan trọng và hiệu quả yêu cầu sự liên kết giữa một tính trạn mục tiêu và marker di truyền mà các marker này mang tính đa dạng di truyền giữa các dòng bố mẹ sử dụng làm vật liệu lai. Do đó, để áp dụng MAS thành công trong công tác nghiên cứu chọn giống thì phải có kiến thức chuyên sâu về di truyền các tính trạng mục tiêu và sự biến dị trên các loài cây trồng mục tiêu.

Một ví dụ tiêu biểu trong chọn giống cây trồng chống chịu mặn là trường hợp QTL Saltol, một QTL được xác định trên lúa giúp cây chống chịu điều kiện stress mặn. Các vùng genome khác cũng cho thấy vai trò quan trọng trong cơ chế chống chịu mặn bên cạnh QTL Saltol. Các marker phân tử và các kỹ thuật giải trình tự thế hệ mới sẽ đóng góp vai trò quan trọng trong chiến lược chọn giống trong tương lai.

MAS rõ ràng là một công cụ mạnh mẽ và hiệu quả trong việc nghiên cứu chọn tạo giống cây trồng kháng mặn. Một điểm quan trọng là việc chọn lựa các marker thích hợp cho chương trình chọn giống chống chịu mặn. Có nhiều nghiên cứu đã cố gắng cải thiện khả năng chống chịu mặn của thực vật thông qua việc biến đổi di truyền bằng cách thay đổi một số gene nhất định. Tuy nhiên, các gene này không cho thấy hiệu quả để cải thiện khả năng sống sót một cách có ý nghĩa của cây trồng khi gặp môi trường có nồng độ muối cao.

Người ta đề xuất rằng để gia tăng tính chống chịu mặn trên cây trồng chỉ cẩn thay đổi một hoặc vài thành phần chính hệ thống gene điều hòa trong cơ chế chống chịu mặn thay vì thay đổi rất nhiều cơ chế phân tử liên quan đến tính chống chịu mặn. Bên cạnh phương pháp chọn giống truyền thống thì phương pháp chồng gene dựa vào marker phân tử cũng hứa hẹn là một phương pháp hữu ích trong việc cải thiện tính chống chịu mặn ở cây trồng. Tuy nhiên, phương pháp chồng gene gặp trở ngại là do sự phân li độc lập của các tính trạng mục tiêu với nhau, điều này làm cho công việc chọng giống thêm khó khan và phức tạp.

Một phương pháp mới nổi lên gần đây trong chiến lược chọn tạo giống cây trồng kháng mặn để tránh vấn đề vừa nêu là sử dụng kỹ thuật biến đổi genome trực tiếp thông qua các kỹ thuật sử dụng các enzyme nuclease như các kỹ thuật ZFN, TALEN và CRISPR-Cas9.

Xem tại link

Salinity Stress and its Mitigation

Posted date: 09:08 / comment : 0 Abiotic stress, Mặn

Rana Munns¹, Sham S. Goyal², and John Passioura¹

¹CSIRO Plant Industry, GPO Box 1600, Canberra ACT 2601, Australia

²Department of Agronomy and Range Science, University of California, Davis CA 95616, USA

Soil salinity (accumulation of salts in the surface zone) has a number of causes, which differ in different geological and climatic regions. The causes can be natural, be due to clearing of native vegetation (‘dryland salinity’), or due to irrigation (Table 1). Mitigation of soil salinity and its impact on plants must therefore be considered somewhat differently in the context of these three scenarios. Salinity is often accompanied by other soil properties, such as sodicity, alkalinity, or boron toxicity, which exert their own specific effects on plant growth. Waterlogging often accompanies salinity due to clearing or to irrigation. This article will consider only salinity.

Table 1. Classes of soil salinity and expected land use. (*EC_e of a saturated extract which approximates saturated field water content).
Degree of salinity	Site characteristics	Use	Species
Low salinity (EC_e^*=2 to 4 dSm^-1)	Natural salinity; often seasonally dry Irrigation salinity; can be waterlogged after irrigation	Cropping	Low-moderate salt tolerance
Moderate salinity (EC_e= 4 to 8 dSm^-1)	Dryland salinity; often seasonally waterlogged	Crop-pasture rotations	Moderate-high salt tolerance
High salinity (EC_e > 8 dSm^-1)	Discharge areas; can be seeping or dry according to season	Grazing or revegetation	Halophytes

Salts in soils are primarily chlorides and sulfates of sodium, calcium, magnesium, and potassium. Symptoms of soil salinity include slow and spotty seed germination, sudden wilting, stunted growth, marginal burn on leaves (especially lower, older leaves), leaf yellowing, leaf fall, restricted root development, and sudden or gradual death of plants.

This article describes two ways in which salinity stress of crops can be mitigated - by changing farm management practices, and by breeding for increased salt tolerance in crops. The article accompanies the previous one "Salinity Stress and its Impact" which outlines the mechanisms of salt tolerance in different species. Here we describe various traits for salt tolerance that can be used to select for tolerant genotypes in breeding programs

Mitigation of Salinity Stress by Management Practices:

Some relevant links

Saline and Alkali Soils – Handbook No. 60; Diagnosis and Improvement.

Use of Saline Water for Crop Production

Dryland Salinity web site – contains ample information on salinity management

Trees for controlling dryland salinity and waterlogging

The management solution is different in the three types of salinity.

Irrigated Agriculture and Salinity

All soils contain salts, and all irrigation waters, whether from canals or underground pumping, including those considered of very good quality, contain some dissolved salts. Hence, the process of soil salinization is dramatically exacerbated and accelerated by crop irrigation. The overall effect of irrigation in the context of salinity is that it “imports” large quantities of new salts to the soil that were not there before.

Removal of salts from the root zone (reclamation) is perhaps the most effective and longer lasting way to ameliorate or even eliminate the detrimental effects of salinity. However, in addition to being slow and expensive, the process requires large quantities of water and effective soil drainage. Consequently, it is not always possible or feasible to carry out a “true reclamation” operation. A number of different approaches involving removal or reducing the salts may be considered.

1. Soil Reclamation: The process of “true reclamation” involves replacing sodium ions in the soil with calcium. The released sodium ions are then leached deep beyond the root zone by using excess water and finally carried out of the field in the drainage water. The most commonly used method for replacing the sodium ions is by applying large quantities of gypsum (calcium sulfate) to the soil and followed by water ponding. The applied gypsum slowly dissolves in the water releasing calcium ions which replace sodium ions from the soil into the downward moving water. Lime (calcium carbonate) is not used as saline soils are sometimes already high in carbonate salts and are therefore alkaline. The reclaimed soils can become saline again unless appropriate management practices are followed.

2. Various management practices based on reducing the salt zone for seed germination and seedling establishment: The early seedling establishment and tillering phase are generally the most sensitive stages to salinity. Any management practice that could provide an environment of reduced salt concentration during these stages would mitigate the salinity effects and benefit the crop by promoting plant densities and early seedling growth. A number of approaches have been used.

2.1. Scraping and removal of surface soil: Due to continuous evaporation the salt concentration is the highest in the surface soil. The top soil can be scraped and transported out of the field. The practice has been used in many areas of the world (Qureshi et al., 2003).

2.2. Pre-sowing irrigation with good quality water: Where available, irrigation with good quality water prior to sowing helps leach salts from the top soil. This helps in promoting better seed germination and seedling establishment. The benefits of this practice were documented in a long-term study by Goyal et al (1999 a,b).

2.3. Appropriate use of ridges or beds for planting: The impact of salinity may be minimized by appropriately placing the seeds (or plants) on ridges. Where exactly the seeds should be planted on the ridge or bed will depend on the irrigation design. If the crop planted on ridges would be irrigated via furrows on both sides of the ridge, it is better to place plants on the ridge shoulders rather than the ridge top because water evaporation will concentrate more salts on the ridge top or center of the bed. If the crop is irrigated via alternate furrows, then it is better to plant only on one shoulder of the ridge closer to the furrow that will have water. For additional benefits, this approach may be combined with pre-irrigation (2.2) via furrows or sprinklers which will help reduce salt concentration in the area where seeds or plants are to be placed.

2.4. Planting into a pre-flooded field: An interesting approach has been widely used in the San Joaquin Valley of California to grow safflower crop on salt affected soils. Prior to planting, the field is flooded with good quality water. Just as most of the water has percolated into the soil and only a few millimetres of standing water is left, the seeds are flown over the field via an aircraft. The seeds traveling under the force of gravity get imbedded into the muddy soil surface where the salt concentration is expected to be the lowest. The approach has provided good seed germination and seedling establishment (Goyal et al., 1999 a,b).

3. General management practices to reduce the impact of soil salinity on crop performance: In addition to the management practices mentioned above, the following approaches may help reduce salinity impacts.

3.1. Mulching: Mulching with crop residue, such as straw, reduces evaporation from the soil surface which in turn reduces the upward movement of salts. Reduced evaporation also reduces the need to irrigate. Consequently fewer salts accumulate.

3.2. Deep Tillage: Accumulation of salts closer to the surface is a typical feature of saline soils. Deep tillage would mix the salts present in the surface zone into a much larger volume of soil and hence reduce its concentration and impact. Many soils have an impervious hard pan which hinders in the salt leaching process. Under such circumstances “chiseling” would improve water infiltration and hence downward movement of salts.

3.3. Incorporation of Organic matter: Incorporating crop residues or green-manure crops improves soil tilth, structure, and improves water infiltration which provides safeguard against adverse effects of salinity. In order for this to be effective, regular additions of organic matter (crop residue, manure, sludge, compost) must be made.

Irrigated agriculture can be sustained by better irrigation practices such as adoption of regulated deficit irrigation (RDI) or partial root zone drying methodology, and drip or micro-jet irrigation to optimise use of water. Current levels can be controlled by leaching fractions, where fresh irrigation water is available, and by drains.

The leaching fraction is the fraction of the applied water that passes through the root zone; this carries salts below the root zone. The smallest leaching fraction that maintains maximum crop productivity is called the ‘leaching requirement’. It depends on the salt content of the irrigation water and the salt tolerance of the crop.

Table 2. Leaching requirement for typical irrigation waters in California as related to salt tolerance of crop (taken from J.D. Oster, G.J. Hoffman and F.E. Robinson, California Agriculture, October 1984).
Salinity of applied water (dS/m)	Leaching requirement
Salinity of applied water (dS/m)	Sensitive crop	Moderately sensitive crop	Moderately tolerant crop	Tolerant crop
0.05 (freshwater canal)	0.01	0.01	0.01	0.01
0.3 (California aqueduct)	0.05	0.02	0.02	0.02
1.3 (Colorado River)	0.14	0.07	0.04	0.02
5.0 (reused drainage)	not possible	0.27	0.15	0.10

If more than 30% passes through the root zone, the cost of drainage, or the risk of rising water tables, becomes too great. Hence, increasing the salt tolerance of crops is desirable. Salt tolerant crops are also needed if the drainage water is to be reused.

The disposal of saline drainage water from salt-affected irrigated land has been a controversial issue, and recycling of such waters has been considered for further crop irrigation. Feasibility studies indicate that re-use of drainage water is suitable for irrigation of moderately salt-tolerant crops. Up to 4 dS/m can be used for irrigation of moderately tolerant crops provided that the ground is leached with fresh water before sowing. With the more salt tolerant crops like sugar beet and cotton, the use of water up to 9 dS/m can be sustained for three years, but for a longer period the salinity must be reduced to 5 dS/m (Goyal et al. 1999 a,b).

Dryland Agriculture and Salinity

The causes of dryland salinity are in principle well understood. The replacement of perennial deep-rooted native vegetation by shallow-rooted annual crops or pastures results in wetter subsoils and accompanying larger deep drainage beyond the reach of shallow roots, leading eventually to rising water tables. If the ground water is saline, which it commonly is in semiarid environments, salt scalds appear when the water tables reach the soil surface. Even if the water tables are only brackish rather than saline the surface can become saline owing to the salt concentrating as water evaporates.

The essential difference, hydrologically, between native perennial vegetation and annual crops is that the perennials can use substantial amounts of water throughout the whole year. In a Mediterranean environment, for example, with its winter wet season, there is little difference during the winter in water use by annual or perennial vegetation. Rainfall that substantially exceeds evaporation during the winter may penetrate deeply into the subsoil under both types of vegetation. But during the summer, when the crops have been harvested, the perennials, enabled by their deep roots, can use water that may have penetrated well beyond the rooting depth of the crops during the winter.

Thus, mitigation of dryland salinity in cropping lands requires control of drainage beyond the reach of the crop roots. There is no single solution. There is, however, a range of options that farmers can select from, including growing longer-season crops, which tend to have deeper roots, and various techniques for incorporating some deep-rooted perennial species into cropping systems to tap the water in the deep subsoil that may have accumulated during a wet season(Black et al., 1981).

Phase farming is one effective way of incorporating perennials into a cropping system. It involves the tactical rotation of herbaceous perennial pasture, such as alfalfa (lucerne) which can be grazed or harvested for hay, with a series of annual crops. The perennial pasture dries the subsoil below the roots of annual crops, thereby creating a buffer zone in which water and nutrients that leak below the crops can be held for a few seasons, remaining largely accessible to the roots of the next phase of deep rooted perennials. A special issue of the Australian Journal of Agricultural Research (vol 52(2), 2001) contains several papers that discuss phase farming. One general conclusion from these is that the size of the buffer created by herbaceous perennials varies, reflecting soil type and local climate as well as species, from about 50 to 150mm. The larger values were due to lucerne and were typically achieved within two years of establishment. Phalaris was less effective than lucerne in developing the buffer. Danthonia andEragrostis, were less effective still. With deep drainage under crops averaging about 30 to 50 mm per year, such buffers can deal with one to five years of drainage below the roots of crops.

Strips of woody perennials can also help, though their effectiveness is limited by the maximum lateral movement of water through unsaturated soil to their roots, which is typically no more than about 1 m. Even though surface roots may spread from the tree for a distance several times the spread of the canopy (and thereby reduce yields of adjacent crop), the deeper roots typically do not spread so far and the strips may do little more than control deep drainage only in a strip of soil little larger than the width of the canopy (Stirzaker et al., 2002). If the roots of such perennials can tap the groundwater, though, the lateral flow towards them can be large enough for them to take up a lot of water that might otherwise flow to lower points in the landscape, providing that the water is not too saline. The appropriate proportion of woody perennials to herbaceous species depends on the competitive interactions at the interface between trees and crop or pasture as well as on the ability of trees to extract groundwater and considerations of both help determine the area of cropland that needs to be sacrificed.

Another possibility is to identify, using georeferenced yield monitors, areas giving consistently poor yield. Such areas, which are especially prone to deep drainage, can be excluded from cropping, and put under either permanent perennial pasture or trees.

Determining the right mix of these various options, both in time and space, is hampered by the difficulty of estimating what the deep drainage is and how it may vary with season and treatment. Few long-term measurements are available. The development of a cheap drainage meter (Hutchinson et al., 2001) may help overcome this deficiency and help farmers find out what is happening on their own farms. Augmenting such measurements with reliable simulation models, of both phase farming and agroforestry, will also help. Essential input for such models includes the effective water-holding capacity of the soil as a function of depth and the effective depths of rooting of both the perennials and the crops. That the depths of rooting can depend markedly on season and cropping history is a considerable challenge. A reliable model can help estimate the impact of seasonal variability and management decisions on deep drainage by running the model through several decades of rainfall records; it should also be able to guide those management decisions, at least if the troublesome groundwater system is local. Where an outbreak of dryland salinity is a long way from where the accessions to groundwater are occurring, hydrologic models and measurements are needed, and although these can handle general flows of groundwater, they are as yet not able to guide specific actions on farms.

If these various options for reducing deep drainage are effective in lowering water tables so that any salt scalds dry out, there is still the problem that the salt remains in the root zone. Further rehabilitation requires a succession of plants, starting with halophytes, with can take up the water and thereby create space for rain to wash the salt deeper into the soil profile. Salt tolerant crops may then be able to grow there, and enable further leaching of the salt. If the soil has become sodic, chemical amelioration (say, with gypsum) may also be necessary.

Natural Salinity

Natural salinity occurs in the low rainfall zones, of 300-400 mm and below, where even an annual crop can use all the rain, so water tables are not disturbed.

Can salt be removed from the soil ? In the cases of natural salinity, with no rising water tables and no movement of salt to the surface, it may be envisaged that salt could be removed from the soil by crops that accumulate salt. However, calculations do not support this idea. First, the grain does not contain any salt, so the normal harvesting methods do not remove any salt. The straw contains salt, but if it is reincorporated or used for animal fodder, the salt will still be returned to the soil . Fruit of horticultural species contains little salt as well, so in both cases, the straw or trash would need to be transported away from the site and into catchments that empty directly into the ocean.

If we presume that the trash can be removed to a safe site, how much salt will it remove from the field? If the vegetative harvest is 5 tonnes per Ha per year, and if it contains 10% salt per unit dry matter, then the harvest of salt would be 0.5 tonne/Ha/year. However the amount of salt in the topsoil could be over 15 tonnes/Ha (for the top 1 m of soil containing salt at 10 dS/m in the soil water). So 30 years would be required to remove the salt from the top 1 m. This supposes that a vegetative harvest of 5 tonnes can be sustained (which is unlikely) and does not take into account that salt is continually added to the soil in the rain and wind, or in any irrigation water that might be used to produce a 5 tonne crop.

So for natural salinity, as well as for irrigated and dryland, improving the salt tolerance of crops is a useful approach.

Mitigation of Salinity Stress by Exploiting Plant Salinity Tolerance:

Some relevant resources

Salinity Tolerance Reference Database – From USDA Salinity Lab

Salinity tolerance. (2003)

Salinity Tolerance (2006)

Salinity Tolerance (2008)

1. Conventional crop and pasture breeding for salt tolerance

As described in the companion article (Salinity Stress and its Impact), species vary in their capacity to tolerate salinity. Amongst the major crop species, barley, cotton, sugar beet and canola are the most tolerant; wheat and lucerne (alfalfa) are moderately tolerant, while rice and most legume species are sensitive. For a more complete list of crops see Richards (1969).

There is also variation in salinity tolerance within species, especially in outcrossing species like lucerne. The classical breeding approach is to (1) screen collected germplasm for salinity tolerance, (2) cross the identified tolerant types with the desired cultivars and (3) selecting the desired plant types having salinity tolerance as well as other desirable traits from the advancing and segregating generations. By exploiting the naturally occurring genetic variability that exists within a species, some relatively tolerant cultivars have been developed for crops including rice, wheat, lucerne, white clover and citrus.

There is probably a great diversity in salinity tolerance within species that has not been fully explored and exploited. One reason for this is the difficulty of screening large numbers of individuals for small, repeatable and quantifiable differences in biomass production, let alone yield. Obtaining a wide range of germplasm with potential genetic differences in salinity tolerance is not difficult, because international collections are usually available to any scientist. However, the difficulty lies in how to measure salinity tolerance.

How to measure salinity tolerance

Salinity tolerance is difficult to measure because of its complexity. Not only are there a number of genes controlling salinity tolerance whose effect interacts strongly with environmental conditions, but there are two major and distinct components of salinity tolerance which can often be difficult to distinguish (Munns 2002).

Fig. 1. Schematic illustration of the two-phase growth response to salinity for two genotypes that differ in salt tolerance. They differ in the rate at which salt reaches toxic levels in leaves. Timescale is days or weeks or months, depending on the species and the salinity level. During Phase 1, growth of both genotypes is reduced because of the osmotic effect of the saline solution outside the roots. During Phase 2, leaves in the more sensitive genotype die and reduce the photosynthetic capacity of the plant. This exerts an additional effect on growth. Adapted from Munns (1993).

Salinity imposes two major stresses on the plant: one is a high osmotic pressure in the soil solution making it harder for the plant to extract water, the second is a high NaCl concentration in the soil solution that makes it difficult for the plant to exclude the NaCl while taking up other cations and anions. The effect of these two stresses are seen in sequence. Salinity lowers the water potential of the roots, and this quickly causes reductions in growth rate, along with a suite of metabolic changes identical to those caused by water stress. Later, there may be salt-specific effects that impact on growth or senescence. This two-phase model is summarized in Fig. 1, and described in more detail in the companion article ‘Salinity Stress and its Impact’.

How to screen for differences in salinity tolerance within species based on growth

Screening based on growth needs to allow for the two distinct mechanisms for salinity tolerance: tolerance to the osmotic effect of the saline soil solution, and tolerance to the salt-specific nature of the saline solution.

Fig. 2. The effect of changes in salinity of soil solution on elongation rate of a barley leaf, (a) with no control of leaf water status, and (b) with the plant maintained at balancing pressure, i.e. at constant leaf water status, throughout the changes. The vertical broken lines mark the times at which the light was turned on or off, and the broken horizontal line in (a) marks zero elongation rate. At the changes, full strength nutrient solution was exchanged with the same solution containing 75mM NaCl, or vice versa. Reproduced from Passioura and Munns (2000).

The osmotic effect alters the water relations of the plant, and reduces the rate of cell expansion. This leads to a reduction in the rate of development of new roots, leaves and lateral shoots. The osmotic effect also reduces stomatal conductance, which leads to reduced photosynthesis. It also causes accelerated senescence of older leaves. Thus there are three somewhat independent processes being affected (i.e. new leaf formation, old leaf death and photosynthetic activity) that all contribute to a reduction in the net assimilation rate of the plant. These effects are identical to drought.

The osmotic effect occurs instantly the soil water potential decreases, and recovers instantly it increases (Fig. 2). If the period of stress is short (hours) the recovery is complete. If the period of stress is long, the recovery is more limited, as stress may have already reduced the number of lateral shoots, and the number of cells in the dividing zones of growing roots and leaves, so that there are a reduced number of cells to respond.

Responses of leaf elongation are greater than of root elongation (Munns 2002). The reason for this is not known, but it means that leaf elongation or leaf expansion rates are a more sensitive indicator of osmotic stress than root elongation rates.

The genetic variation in the growth response to the osmotic effect of salinity is likely to be small, both within a species, and across similar species. For example, we found little difference between the effect of salinity on leaf elongation in 15 cultivars of bread wheat, durum wheat, barley and triticale, cultivars with established differences in reputation for salinity tolerance. All 15 cultivars had the same decrease when the salt was increased from 0 to 250 mM NaCl over 10 d. Even the most salinity-sensitive genotype, a durum wheat cultivar, had the same percentage reduction as the most salinity-tolerant genotype, a barley cultivar. In fact, there is a remarkable similarly between different species in the osmotic response in saline solution. For instance, 100 mM NaCl causes approximately 50% decrease in leaf elongation rate of the salinity-sensitive species maize and rice, and nearly as much in the salinity-tolerant species bread wheat and barley. Longer term growth responses clearly differ.

The osmotic effect has the same characteristics as drought, so genotypes could be screened for drought tolerance. But this is not easy either (see 'Drought Stress and its Impact).

The salt-specific effect causes increased uptake of Na⁺ and Cl^-, and decreased uptake of essential cations particularly K⁺ and Ca²⁺. Uptake of Cl^- may alter uptake of anions such as phosphate and nitrate but these effects are complex and vary between species. If the uptake of Na⁺ or Cl^- exceed the plant's ability to partition the ions between different tissues or organs, or to sequester ('compartmentalise') the ions within the cell's vacuole, these ions build up in the cytoplasm to toxic concentrations.

The salt-specific effect shows up in old leaves that have accumulated excessive amounts of Na⁺ and Cl^-. While it may be visible, in that old leaves die earlier, it may not affect the rate of new leaf production for some time. The salt-specific effect on growth is not seen until after the osmotic effect on growth (Fig. 1). The length of time required before the growth differences between genotypes due to the salt-specific effect can be seen depends on the salinity and the degree of tolerance of the species. This represents a 'second phase' of the growth reduction. The second phase will start earlier in plants that are poor excluders of Na⁺, and will start earlier when root temperatures are higher. For plants such as rice that are grown at high temperatures, two weeks days in salinity is sufficient to generate differences in biomass between genotypes that correlate well with differences in yield. However for temperate crops, as at least a month is needed for genotypic differences in the response of biomass production to take effect.

The labour and space demands of these long experiments makes them impractical for screening large numbers of genotypes, or selecting salinity-tolerant progeny resulting from crosses with cultivars. Not only do plants need to be grown for lengthy periods of time, but controls need to be included. Control plants consumes a large area of glasshouse space if they are to be grown at their optimum rate, with sufficient space so that radiation is not limiting. In the field, the major drawback is the heterogeneous nature of soil salinity and other soil constraints.

Screening for a trait associated with a specific mechanism is preferable to screening for salinity tolerance itself. Screening for specific traits can reduce the time needed to grow plants in salinity, and can eliminate the need to grow plants under control conditions, thus making savings on glasshouse space and labour.

The importance of traits

Because of the complex nature of salinity tolerance, as well as the difficulties in maintaining long-term growth experiments, we recommend trait-based selection criteria for screening techniques. Specific traits are less subject to environmental influence than growth rates.

Further, this allows for different traits to be pyramided, especially when molecular markers for specific traits have been identified.

Traits for salt-specific effect

Salt exclusion

Fig. 3. Relationship between salinity tolerance and leaf Na+ concentration in subspecies durum selections. Na+ concentrations were measured on leaf 3 after 10 d in 150 mM NaCl and biomass after 24 d in control and salt treatments. All values are means (n=5). Munns and James (2003).

Fig. 4. Effect of different salinity levels on grain yield of low and high Na+ uptake durum landraces (133 d in salt). Husain et al. (2003).

The most successful trait in terms of plant breeding relates to rates of Na⁺ or Cl^- accumulation in leaves, measured as the increase in salt in a given leaf over a fixed period of time. This trait has a high heritability and has been used to develop cultivars of rice, white clover, and lucerne with increased tolerance to saline soil. Sometimes K⁺/Na⁺ discrimination instead of Na⁺ exclusion is used for screening, however the uptake of K⁺ and the resultant K⁺/Na⁺ discrimination may be the result of genetic differences in the regulation of Na⁺ uptake, and not independent of it. If so, there is nothing to be gained by measuring K⁺ as well as Na⁺.

A correlation between Na⁺ or Cl^- accumulation and salinity tolerance is found in most species, however not all species contain significant genetic variation in Na⁺ or Cl^- accumulation. Durum wheat is one species in which there is significant genetic variation in Na⁺ but not Cl^- uptake. Genotypes with low Na⁺ uptake are more salinity tolerant, as indicate by greater biomass production over 1-2 months in saline solution, in comparison to non-saline solution (Fig. 3). In some species, Na⁺ is retained in roots and stems in exchange for K⁺, and only Cl^- progresses through to the leaves, balanced by K⁺. In those cases, Cl^- exclusion correlates with salinity tolerance.

Proving that Na⁺ (or Cl^- ) exclusion confers salinity tolerance in terms of yield is not so easy. A comparison between durum landraces with very low and very high rates of Na⁺ accumulation showed that, at moderate salinity, the yield of genotypes with low Na⁺ was greater than those with high Na⁺, but at high salinity there was no yield advantage. The osmotic effect of the salinity then dominated (Fig. 4).

Tissue tolerance

Tissue tolerance, i.e. tolerance of high internal Na⁺ concentrations, cannot be measured directly, and is difficult to quantify. Yet it is clearly important; overexpression of the vacuolar Na⁺/H⁺ antiporter that sequesters Na⁺ in vacuoles (NHX1) improved the salinity tolerance of Arabidopsis, tomato and brassica (see next section).

Tolerance of high internal Na⁺ levels is evidenced by an absence of leaf injury despite high leaf concentrations of Na⁺. Concentrations of Na⁺ above 100 mM will start to inhibit most enzymes, so when tissue concentrations are over 100 mM, which corresponds to about 0.5 mmol g^-1 DW (assuming a leaf water content of 5 g H₂O g^-1 DW), the Na⁺ must be compartmentalised in vacuoles, and be a higher concentration there than in the cytoplasm.

Halophytes have the ability to compartmentalise Na⁺ to very high concentrations in vacuoles. Halophytes have no special metabolic adaptation to high salinity. Early studies showed that in vitroactivities of enzymes extracted from the halophytes Atriplex spongiosa and Suaeda maritima were just as sensitive to NaCl in the assay media as were enzymes extracted from the common bean or green pea. So their ability to tolerate Na⁺ levels as great as 3.5 mmol g^-1 DW (about 700 mM) is due to their ability to compartmentalise most of the Na⁺in vacuoles (Flowers et al., 1977).

Glycophytes are able to compartmentation Na⁺ in vacuoles to some extent, as levels of Na⁺ up to 1 mmol g^-1 DW (200 mM) are quite common in photosynthetically active leaves of many species. In a study in wheat genotypes, Na⁺ became potentially toxic only when leaf concentrations exceeded 1.25 mmol g^-1 DW (250 mM), as judged by the onset of non-stomatal reductions in photosynthesis in durum wheat at this concentration (James et al, 2002).

There may be genetic variation for tolerance of high internal Na⁺ concentrations in many species, as indicated by 'out-lyers' in correlations between leaf Na⁺ concentrations and salinity tolerance. This has been found in rice and wheat and probably many other species. However, quantitative assess of the genetic variation is difficult. The trait is characterised by leaf longevity, lack of necrosis, and prolonged growth despite very high accumulation of Na⁺. A recent paper describes the success or failure of various methods to screen durum wheat for genetic variation in tolerance of high internal Na⁺ (Munns and James 2003). The degree of leaf death was measured as an indicator ofNa⁺ toxicity. Leaf injury, however could arise from a number of reasons. First there would be the osmotic effects of salt in the soil solutions, causing accelerated senescence due to leaf water deficit or hormonal effects arising from root signals. Second, there could be nutrient imbalances resulting in deficiencies or excesses of other ions. Third, there could be dehydrating effects of salts building up in the cell walls. A phenotype other than leaf injury is needed to distinguish between genotypes with different degrees of tissue tolerance. The onset of non-stomatal reductions in photosynthesis mentioned above is a possible phenotype.

Table 3 summarises the features of salt-specific traits, along with traits for the osmotic effect of salinity.

Table 3. List of possible techniques used to screen for salinity tolerance (adapted from Munns and James 2003)
Technique^A	Osmotic or salt-specific effect measured	Controls needed	Advantages (speed, dependence on controlled conditions etc.)	Length of time of experiment	Correlation with tolerance in field
Whole plant growth :measurements - biomass - RGR - RGR in salinity alone	Osmotic or both	Yes Yes No**	Closest measure of salinity tolerance in the field, and an indicator of yield.	4-6 weeks	Moderate
Root elongation	Osmotic	Yes	Quick, does not require controlled environment.	1-2 weeks	Low
Leaf elongation	Osmotic	Yes	Non-destructive	2 weeks	Low
Germination	Osmotic	Yes	Large numbers easily handled	1 week	Low or none
Survival	Either or both	No*	Limited experimental period, as can adjust the salinity. Highly tolerant genotypes stand out.	2-8 weeks, depending on salinity	Uncertain, and counter-productive for annual crops
Leaf injury - leakage from discs - chlorophyll content	Either or both	No*	Non-destructive	2-4 weeks	Unproven
Chlorophyll fluorescence	Either or both	No*	Non-destructive, can do in field	2-8 weeks	Unproven
Tissue culture	Either or both	Yes		Months	None
Salt-specific traits - Na⁺ exclusion - K⁺/Na⁺discrimination - Cl^- exclusion - tissue tolerance	Salt-specific	No No No No**	Non-destructive	1-2 weeks 1-2 weeks 1-2 weeks 2-6 weeks	High High High Unknown
* assumes plants do not vary in the control treatment, either between genotypes or between experiments. There should be 100% survival, no leakage, and typical F parameters of healthy plants. ** assumes that RGR and leaf longevity in controls conditions does not vary between genotypes – this is likely, but needs to be verified

Traits for the osmotic effect

Measurements of growth, survival, leaf gas exchange and germination will indicate the osmotic effect of salinity. If the experiments are conducted for lengthy periods of time, measurements of growth, survival and gas exchange will also reflect toxic effects of salts in the leaves.

Growth can be measured as leaf elongation, root elongation, leaf area expansion, or shoot biomass. Of these indices of growth, leaf area expansion or shoot biomass are the most sensitive and comprehensive, as this includes production of tillers or lateral shoots. The number of lateral shoots is more sensitive to water stress than the elongation rate of any given leaf.

Gas exchange characters are stomatal conductance (including infra-red temperature), photosynthesis, transpiration efficiency (including carbon isotope discrimination), and chlorophyll fluorescence. For screening larger numbers of genotypes, traits related to stomatal conductance are the most feasible. Chlorophyll fluorescence as an indicator of photosynthetic activity was assessed by James et al (2002). They found that the simplest parameter, Fv/Fm, was no more sensitive than chlorophyll content itself. The quenching parameters, such as NPQ, did indicate a reduction in photosynthetic capacity before chlorophyll itself started to degrade (James et al. 2002), but these parameters require both light and dark-adapted readings and are not feasible for large numbers of genotypes.

Leaf injury can be quantified by a number of methods such as chlorophyll content, or electrolyte leakage of cut discs. Chlorophyll content can be measured with a SPAD meter.

Turgor and osmotic adjustment are also indicators of leaf injury and photosynthetic capacity.

All these methods are used also for drought tolerance.

Whole plant survival at high salinity may reflect the salt-specific effect rather than the osmotic effect, as the plant's ability to control salt uptake may break down at high salinity.

Germination is easy to measure, but little or no relation between salinity tolerance at germination and that of the seedling or adult plant has been found in any species examined.

These methods are summarised in Table 3

2. Molecular approaches to achieve salinity tolerance:

Gene transformation

Significant advances in the field of molecular biology technology have been made during the past decade. The use of molecular techniques to selectively introduce desired genes may provide alternative ways to classical plant breeding to achieve salinity tolerance. These techniques will benefit the development of salinity-tolerant cultivars based on specific traits that are controlled by one gene, eg a transcription factor or an important ion channel. The work of Blumwald and colleagues (e.g. Zhang and Blumwald, 2001) shows the progress made by using molecular technology. The authors reported the development of a salinity tolerant transgenic tomato plant in which over-expression of the vacuolar Na⁺/H⁺ antiporter shows dramatic improvement of vegetative growth and of fruit yield. This antiporter is the only known transporter that would compartmentaliseNa⁺ in the vacuole, where Na⁺ has little chance of toxic effect on metabolism, or to be transported to younger leaves and fruits. These studies indicate great potential for transgenic methodology, but so far the evidence of the mechanism is not proven.

Flowers (2004) has questioned the current 'hype' (hyperbole) involving transgenics and concluded that so far no useful increase in salinity tolerance has been achieved. A number of genes, encoding proteins with known functions in ion transport or in synthesis of compatible organic solutes, as well as genes whose functions are not fully understood, have been used to transform a number of species in efforts to improve salinity tolerance. Despite numerous claims of improved salinity tolerance, poor experimental designs and choices of parameters measured to evaluate tolerance mean that much doubt remains. None of these transgenics has been proven in the field.Since salinity tolerance is a multigenic trait, large improvements based on modification of only one gene could only occur if the gene is a transcription factor and regulates a number of genes that control ion transport or some other process involved in salinity tolerance.

Given the natural diversity that exists, and given the current social antipathy to genetically-engineered crops, it might be more realistic to consider using the genes identified as perfect markers for naturally-occurring diversity.

Molecular markers

The development of molecular markers for physiological traits has made significant headway in recent years with the advancement of new technologies. Consequently, the use of molecular markers in breeding programs is increasing rapidly as they have been shown to greatly improve the efficiency of the breeding programs. Marker-assisted selection is non-destructive and can provide information on the genotype of a single plant without exposing the plant to the stress. The technology is capable of handling large numbers of samples. PCR-based molecular markers have the potential to reduce the time, effort and expense often associated with physiological screening. In order to use marker-assisted selection in breeding programs, the markers must be closely linked to the trait, and work across different genetic backgrounds.

The development of robust markers that are reliable across a wide range of backgrounds can be quite difficult, and is entirely dependent on an accurate phenotype screen. Understanding the physiology of sodium uptake is critical to the development of a reliable and accurate phenotype test, and thereby to the identification of a QTL (Quantitative Trait Locus) and a molecular marker linked to the locus.

QTL mapping and marker-assisted selection is a technique that has many advantages over phenotypic screening as a selection tool. The efficiency of genetic mapping has improved greatly in recent years, with the advent of high-density maps incorporating microsatellite markers, RFLP markers, and population-specific polymorphic fragments identified by the AFLP technique. The approach has been widely used to successfully map agronomic traits in a variety of cereal species. Although developing a suitable population for QTL analysis is laborious, and identifying a QTL is expensive, the markers that are linked to the QTL may be sufficient to use as the sole selection tool for a specific trait in a breeding program. QTLs for salinity tolerance have been described in several cereal species, including rice, barley and wheat. However, these studies have not yet yielded robust markers that can be used across a range of germplasm, significant associations between the trait and the marker being confined to the populations in which they were derived. The success of these studies could be limited by the small amount of genetic diversity present within modern cultivars, and the use of parental lines with small differences in the traits.

3. Perennials, halophytes and reclamation plants

When land becomes salinized it is abandoned. Over the last decade, efforts have been made to reclaim salinized land for some sort of economic return. Halophytic plants have been investigated for this purpose. Halophytes are the native flora of saline soils, and can complete their life cycle at salinities above 250 mM NaCl. Most halophytes need at least 1 mM NaCl to grow well, many need 10-50 mM NaCl to reach maximum growth, and a few grow best at 200-300 mM NaCl (Flowers et al., 1986). Many halophytes are very slow-growing even at their optimal salinity, but a few are suitable for reclamation. For instance, tall wheat grass (Thinopyrum ponticum, a decaploid form of Agropyrum elongatum) is widespread in many continents and now planted as a fodder species in saline soil. Another species being planted for fodder is the dicotyledenous halophyte,Atriplex amnicola, a saltbush species native to Western Australia. Some halophytes are more tolerant than this, but A. amnicola shows the growth maximum at low salinity and the extended growth at very high salinities that is typical of many dicotyledenous halophytes.

Recently there has been strong interest in the salinity tolerance of trees that are not halophytes but have good salinity tolerance and high transpiration rates that can be planted in saline soils to lower water tables. Such species need also to be tolerant of waterlogging as secondary salinity occurs with rising water tables, so the ability to withstand periods of waterlogging and to continue high transpiration rates is essential. In Australia, river red gum (Eucalptus camaldulensis) has been the most widely used. However there are a number of other species that are better able to tolerate saline and waterlogged soils. Many Acacia, Casuarina and Melaleuca species are tolerant of high salinity; for example A. stenophylla did not suffer a 50% growth reduction until an EC_e of 20 dS m^-1, equivalent to about 200 mM NaCl (Marcar et al., 1995). Such species are recommended for reclamation of land that has become saline because of irrigation, as they provide some income to farmers as fodder and fuelwood.

Conclusions

There is abundant unexplored and unexploited genetic variation that can be harnessed to improve the salt tolerance of crop and horticultural species. This avoids the need for genetic engineering involving transformation with a single gene, which has both sociological problems in the current attitude to transgenic food, and also physiological limitations as salt tolerance is a complex process and many genes are controlling it.

Increases in the salinity tolerance of crops and pasture plants can overcome some of the impacts of salinity in areas not associated with rising water tables. Where there is a high water table, plants need to be tolerant of waterlogging as well as of salinity.

Solutions to salinity depend on lowering water tables, which means that plants should use as much water as possible, and use all the rain or irrigation water. Management of salinity includes planting perennials in areas identified as recharge areas. Salinity tolerance is not an important character for these plants, rather deep roots and efficient water extraction is more important.

Long-term solutions to salinity involve changed farming systems and a changed attitude to using water. Water-inefficient crops such as rice might give way to water-efficient crops such as alfalfa (lucerne). In catchments with rising water tables, solutions will also depend on social, economic, and political factors, and an acceptance that old ways have to change if agriculture is to be sustained.

References

Black AL, Brown PL, Halvorson AD, Siddoway FH (1981) Dryland cropping strategies for efficient water-use to control saline seeps in the Northern Great Plains, U.S.A. Agricultural Water Management 4, 295-311.

Flowers TJ (2004) Improving crop salt tolerance. Journal of Experimental Botany 55, 307-319.

Flowers TJ, Troke PF, Yeo, AR (1977) The mechanism of salt tolerance in halophytes. Annual Review of Plant Physiology, 28, 89-121.

Goyal SS, Sharma SK, Rains DW, Lauchli A (1999a) Long term reuse of drainage waters of varying salinities for crop irrigation in a cotton-safflower rotation system in the San Joaquin Valley of California - A nine year study: I. Cotton (Gossypium hirsutum L.). Journal of Crop Production 2, 181-213.

Goyal SS, Sharma SK, Rains DW, Lauchli A (1999b) Long term reuse of drainage waters of varying salinities for crop irrigation in a cotton-safflower rotation system in the San Joaquin Valley of California - A nine year study: II. Safflower (Carthamus tinctorius L.). Journal of Crop Production 2, 215-227.

Hutchinson PA, Bond WJ (2001) Routine measurement of the soil water potential gradient near saturation using a pair of tube tensiometers. Australian Journal of Soil Research39, 1147-1156.

Husain S, Munns R, Condon AG (2003) Effect of sodium exclusion trait on chlorophyll retention and growth of durum wheat in saline soil. Australian Journal of Agricultural Research 54, 589–597.

James RA, Rivelli AR, Munns R, von Caemmerer S (2002) Factors affecting CO₂ assimilation, leaf injury and growth in salt-stressed durum wheat. Functional Plant Biology 29, 1393-1403.

Munns R (1993) Physiological processes limiting plant growth in saline soils. Some dogmas and hypotheses. Plant Cell and Environment 16, 15–24.

Munns R (2002) Comparative physiology of salt and water stress. Plant, Cell and Environment 25, 239-250.

Munns R, James RA (2003) Screening methods for salinity tolerance: a case study with tetraploid wheat. Plant and Soil 253, 201-218.

Munns R, Schachtman DP, Condon AG (1995) The significance of two-phase growth response to salinity in wheat and barley. Australian Journal of Plant Physiology 22, 561–569.

Passioura JB, Munns (2000) Rapid environmental changes that affect leaf water status induce transient surges or pauses in leaf expansion rate. Australian Journal of Plant Physiology 27, 941-948.

Qureshi R H, Aslam M, Akhtar J (2003) Productivity enhancement in the salt-affected lands of Joint Satiana Pilot Project area of Pakistan. In SS Goyal, SK Sharma, DW Rains (Eds) Crop Production in Saline Environments: Global and Integrative perspectives. The Food Products Press, Binghamton, New York.

Richards L A (Ed) (1969) Diagnosis and improvement of saline and alkali soils. Agriculture Handbook No. 60, United States Department of Agriculture, Washington DC.

Stirzaker RJ, Vertessy RA, Sarre A (Eds) (2002) Trees, Water and Salt: an Australian guide to using trees for healthy catchments and productive farms. Rural Industries Research and Development Corporation: Canberra.

Zhang HX, Blumwald E (2001) Transgenic salt-tolerant tomato plants accumulate salt in foliage but not in fruit. Nature Biotechnology 19, 765-768.

Bài đăng mới

Sponsor

Tài nguyên đăng tải

Mục lục

Featured author

admin

Slider[Style1]

Style2

Style3[OneLeft]

Style3[OneRight]

Style4

Style5[ImagesOnly]

Style6

CƠ CHẾ CHỐNG CHỊU MẶN Ở THỰC VẬT

Salinity Stress and its Mitigation

How to screen for differences in salinity tolerance within species based on growth

The importance of traits

3. Perennials, halophytes and reclamation plants

Lúa chống chịu ngập

Video Of Day

Annual review of plant biology

Trend in plant science

Plant physiology

Plant cell

Lịch Việt Nam

Find Us on Facebook

Flicker Images

Số lượt xem

Bài đăng mới

Sponsor

Tài nguyên đăng tải

Mục lục

Featured author

admin

Slider[Style1]

Style2

Style3[OneLeft]

Style3[OneRight]

Style4

Style5[ImagesOnly]

Style6

CƠ CHẾ CHỐNG CHỊU MẶN Ở THỰC VẬT

Salinity Stress and its Mitigation

How to screen for differences in salinity tolerance within species based on growth

The importance of traits

3. Perennials, halophytes and reclamation plants

Lúa chống chịu ngập

Bài đã đăng

Video Of Day

Labels

Annual review of plant biology

Trend in plant science

Plant physiology

Plant cell

Lịch Việt Nam

Find Us on Facebook

Flicker Images

Số lượt xem